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透明质酸微阵列结构的构建及其生物相容性研究

常铃雪 何宏燕 金莉莉 刘昌胜

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透明质酸微阵列结构的构建及其生物相容性研究

    作者简介: 常铃雪(1993—),女,甘肃兰州人,硕士,主要研究方向:生物医学材料。E-mail:Lichelle180217@163.com.
    通讯作者: 何宏燕, hyhe@ecust.edu.cn
  • 中图分类号: Q819

Fabrication of Hyaluronic Acid-Based Micropatterning and Investigation of Its Biocompatibility

    Corresponding author: HE Hongyan, hyhe@ecust.edu.cn ;
  • CLC number: Q819

  • 摘要: 植入材料表面的微结构在骨修复和组织再生中至关重要,而微阵列结构的可控制备是影响细胞尤其是骨间充质干细胞(BMSC)生物学行为的关键因素之一。制备微阵列结构的材料通常降解性较差、生物活性不足。本文选用可降解高分子透明质酸(HA)为原材料,采用己二酸二酰肼(ADH)和N′-(乙基亚胺基亚甲基)-N,N-二甲基-1,3-丙二胺(EDCI)交联成膜。结果表明:随着ADH、EDCI的质量分数分别由8.0%增加到16.7%,薄膜交联程度越高,体积膨胀越小,薄膜的降解速率越慢。结合软光刻技术和溶剂挥发法,成功制备了一系列表面具有微阵列孔洞结构的HA薄膜(直径分别为32 、96、128 、320 μm)。研究结果表明,与平滑的HA凝胶薄膜相比,孔洞直径较大(96、320 μm)、排布较稀疏的微米图案对骨间充质干细胞(rBMSCs)的增殖没有显著影响,而孔洞直径小(32 μm)、排布较密集的表面结构可以明显地促进rBMSCs的增殖及成骨活性。
  • 图 1  透明质酸薄膜微结构的制备工艺

    Figure 1.  Preparation process of hyaluronic acid films with well-defined micropatterned surfaces

    图 2  配比不同的HA凝胶的红外谱图比较

    Figure 2.  FT-IR spectra of HA gels with different reagent ratios

    图 3  不同配比合成的HA交联薄膜表面形貌的对比

    Figure 3.  Comparison of SEM images for different HA films with different reagent ratios

    图 4  不同配比的HA凝胶内部结构的SEM观察

    Figure 4.  SEM images of internal structures of different HA gels

    图 5  不同配比HA凝胶薄膜的降解行为比较

    Figure 5.  Degradation comparison of HA films with different reagent ratios

    图 6  不同配比HA凝胶的细胞活性比较

    Figure 6.  Comparison of cellular activity on HA films with different reagent ratios

    图 7  HA凝胶干膜表面的不同尺寸微孔结构的SEM观察:(a)孔径30 μm、间距10 μm,(b)孔径40 μm、间距40 μm,(c)孔径10 μm、间距15 μm,(d)孔径100 μm、间距20 μm,(e)c图案的截面图,(f)d图案的断面图

    Figure 7.  SEM images of microwells structure on HA films with different dimensions: (a) d=30 μm、m=10 μm, (b) d=40 μm、m=10 μm, (c) d=10 μm、m=15 μm, (d) d=100 μm、m=20 μm, (e) & (f) are section structures of (c) & (d).

    图 8  PDMS微结构的SEM观察

    Figure 8.  SEM images of PDMS microstructures

    图 9  不同交联的HA凝胶薄膜在PBS溶液中(a)溶胀结构观察和(b)溶胀系数比较。图(a)中从左至右分别是HA干膜、样品S4、S3、S2、S1

    Figure 9.  Swelling properties of HA film with well-defined microstructure (a) observed by microscopy and (b) swelling coefficient. The samples in (a) from left to right are HA dried film, S4,S3,S2,S1

    图 10  不同微阵列结构对rBMSCs细胞活性的影响:(a)孔径96 μm、间距32 μm,(b)孔径128 μm、间距128 μm,(c)孔径32 μm、间距48 μm,(d)孔径320 μm、间距64 μm

    Figure 10.  Cell viability of rBMSCs on the microstructures with different dimensions: (a) 96 μm, 32 μm, (b) 128 μm, 128 μm, (c) 32 μm, 48 μm, (d) 320 μm, 64 μm

    图 11  不同微阵列结构对rBMSCs的ALP活性影响:(a)孔径96 μm、间距32 μm,(b)孔径128 μm、间距128 μm,(c)孔径32 μm、间距48 μm,(d)孔径320 μm、间距64 μm

    Figure 11.  ALP activities of rBMSCs cultured on different microstructure systems: (a) 96 μm, 32 μm, (b) 128 μm, 128 μm, (c) 32 μm, 48 μm, (d) 320 μm, 64 μm

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出版历程
  • 收稿日期:  2019-07-13
  • 网络出版日期:  2020-05-12

透明质酸微阵列结构的构建及其生物相容性研究

    通讯作者: 何宏燕, hyhe@ecust.edu.cn
    作者简介: 常铃雪(1993—),女,甘肃兰州人,硕士,主要研究方向:生物医学材料。E-mail:Lichelle180217@163.com
  • 华东理工大学材料科学与工程学院,教育部医用生物材料工程研究中心,上海 200237

摘要: 植入材料表面的微结构在骨修复和组织再生中至关重要,而微阵列结构的可控制备是影响细胞尤其是骨间充质干细胞(BMSC)生物学行为的关键因素之一。制备微阵列结构的材料通常降解性较差、生物活性不足。本文选用可降解高分子透明质酸(HA)为原材料,采用己二酸二酰肼(ADH)和N′-(乙基亚胺基亚甲基)-N,N-二甲基-1,3-丙二胺(EDCI)交联成膜。结果表明:随着ADH、EDCI的质量分数分别由8.0%增加到16.7%,薄膜交联程度越高,体积膨胀越小,薄膜的降解速率越慢。结合软光刻技术和溶剂挥发法,成功制备了一系列表面具有微阵列孔洞结构的HA薄膜(直径分别为32 、96、128 、320 μm)。研究结果表明,与平滑的HA凝胶薄膜相比,孔洞直径较大(96、320 μm)、排布较稀疏的微米图案对骨间充质干细胞(rBMSCs)的增殖没有显著影响,而孔洞直径小(32 μm)、排布较密集的表面结构可以明显地促进rBMSCs的增殖及成骨活性。

English Abstract

  • 随着组织工程与再生医学的发展,模仿细胞外基质的结构、制备仿生微结构引起学者广泛的关注[1-4]。许多学者致力于研究植入材料的表面特性与细胞的相互作用,通过图案化表面的可控制备,实现对细胞的形貌、增殖、迁移、分化和基因表达的调控[5]。例如骨修复中植入材料表面的微纳结构[6]特性如表面纹理、几何形状、空间位置和高度的不同,是影响成骨细胞生物学行为的关键因素之一,可以调节成骨细胞向特定谱系进行分化,指导干细胞分化成骨和作为支撑结构维持新骨的长入[2, 7-9]。Chang Ho Seo等[10]研究发现小鼠骨髓间充质干细胞(mMSC)的成骨分化能力在微孔表面上有所提高,微孔表面增强了细胞的黏着斑和肌动蛋白的结合能力。Wang等[11] 证实在深沟槽基底上培养的MSCs的成骨分化能力明显高于浅表面上的成骨能力。Dalby等[12]认为直径为120 nm的纳米结构可以诱导hMSC在体外产生骨矿物质和成骨分化。赵等[13]发现微孔和纳米管相结合的分级微/拓扑结构对MSC成骨分化能力有着显著的影响。由此可见,微结构采用的基底材料和结构特性在调控骨间充质干细胞的生物学响应中尤为重要。然而,这些微结构的基底材料(例如聚二甲基硅氧烷[14])通常生物活性不足。除了微结构的特性之外,基底材料本身的理化特性对干细胞的影响也不容忽视。为了更好地调节干细胞的生物学行为和满足骨组织修复的需要,有必要对制备生物活性好、结构精准的微阵列结构用于间充质干细胞的生物学行为进行研究。

    透明质酸(HA)作为细胞外基质的基本成分之一,具有良好的亲水性和生物活性,在维持细胞外微环境、软骨修复、伤口愈合等方面有着广泛的应用[15, 16],尤其是它可以作为药物的载体以提高药物的生物利用度,被选用为本研究的基本材料。为了得到具有一定机械强度和生物相容性合适的透明质酸,本文选取了己二酸二酰肼(ADH)和N′-(乙基亚胺基亚甲基)-N,N-二甲基-1,3-丙二胺(EDCI)使其交联成膜。通过调节ADH和EDCI的质量分数(8.0%~16.7%),研究不同配比对薄膜的表观结构、膨胀系数、降解行为、以及材料相容性的影响。对反应体系进行配比优化后,选取合适的配比和PDMS软光刻技术进行微阵列结构的精准制备研究和特性评价。

    • 透明质酸:纯度97%,麦克林公司;己二酸二酰肼:纯度>99.0%,北京伊诺凯科技公司;N′-(乙基亚胺基亚甲基)-N,N-二甲基-1,3-丙二胺单盐酸盐:纯度97%,上海泰坦科技公司;PDMS:SKYLARD184,道康宁;胎牛血清(FBS)、MEM培养基、无钙镁DMEM培养基、青链霉素混合液、胰蛋白酶、MTT试剂:美国Gibco公司;大鼠骨髓间充质干细胞(rBMSCs):上海斯莱克公司。

    • 将HA粉末配成w=0.5 % 的HA水溶液,于4 ℃保存;溶胀1d后,将不同量的ADH缓慢加入HA溶液,之后加入EDCI快速搅拌,反应中用0.1 mol/L的盐酸维持pH≈4.75;反应后调节体系pH=7.0,将反应产物在0.1 mol/L的NaCl溶液中透析1d,接着用超纯水透析2d。提纯后液体直接倒入培养皿中,放入37 ℃恒温箱内干燥成膜;将HA干膜浸泡于PBS缓冲液中2 h,溶胀平衡后放入4 ℃冰箱保存备用。实验中各组分HA、ADH与EDCI的质量比(mHAmADHmEDCI)分别为10∶1∶1、8∶1∶1、6∶1∶1和4∶1∶1,相应的凝胶样品分别为S1,S2,S3,S4。

    • 基于PDMS的软光刻技术是一种最常用的、便捷高效和价廉的微结构制造方法,因此文中采用软光刻技术用于微阵列结构的精准制备,具体的实验过程如图1所示。首先光刻技术制备表面具有微米点阵列的硅片母板;用75%的乙醇超声清洗干燥后,使用商用SKYLARD184进行软刻胶工艺对其进行复制,得到与母板互补的微阵列结构;之后将带有微结构的PDMS表面进行等离子亲水处理,使得HA溶液能够充分润湿PDMS表面的微结构,通过溶剂挥发成膜法,最终得到带有微结构的HA水凝胶薄膜。

      图  1  透明质酸薄膜微结构的制备工艺

      Figure 1.  Preparation process of hyaluronic acid films with well-defined micropatterned surfaces

    • 傅里叶变换红外光谱仪(美国赛默飞世尔科技):HA凝胶薄膜−20 ℃冷冻过夜后进行冻干处理,得到海绵结构的HA材料,取适量HA与KBr充分混合研磨后采取压片制样,扫描波长4 000~500 cm−1;场发射扫描电子显微镜(日本日立公司,S-4800型):HA凝胶薄膜冻干处理后固定于样品台表面,喷金处理后,裁剪成4 mm×4 mm方块,用导电胶固定于SEM样品台表面,设定时间为60 s进行喷金,置于样品仓,设置加速电压为20 kV;恒温震荡箱(常州澳华仪器有限公司,SHA-B)及电子天平(上海良平仪器仪表有限公司,FA2104):将HA凝胶薄膜真空干燥得到初始质量m0,以1:10的质量比将HA薄膜浸泡于PBS缓冲液中,置于37 ℃中温和震荡(80 rpm)3、7、10、14d后,将HA薄膜真空干燥24 h后称重,得到质量为mi,通过计算得到剩余量(R)来评价水凝胶薄膜的降解行为。

      $ {{R}} = {\rm{}}\frac{{{m_i}}}{{{m_0}}} \times 100{\text%} $

      倒置生物显微镜(上海长方光学仪器公司,XSP-17C):选用直径10 μm、间距为15 μm的模板制备了4种配方的HA凝胶薄膜,采用对不同交联程度的HA凝胶微结构进行观察,并用Nano Measure对表面微结构尺寸进行测量。

    • 大鼠间充质干细胞(rBMSC)细胞提取培养工艺如下:选用4周龄、SPF级80~100 g左右的雄性SD大鼠(上海杰思捷实验动物有限公司),提取股骨和胫骨细胞。将rBMSCs添加到φ=10 %FBS、φ=1 % 青霉素/链霉素双抗的α-MEM培养基中,接种于25 cm2的细胞培养瓶中,在37 ℃、5 % CO2、95%湿度的恒温培养箱中培养。

      对不同交联的HA凝胶进行生物相容性噻唑蓝(MTT)检测,每组设置3个平行样进行实验。具体操作步骤如下:选用rBMSC为细胞模型,以2×103/孔的接种密度接板于96孔板中37 ℃培养;24h后,加入等量的凝胶样品S1-S4于孔板中继续培养;在1、3、7d后,避光条件下每孔加入30 μL(5 mg/mL)MTT工作液,放入37 ℃培养箱继续孵育4 h;小心吸去孔板中上层溶液,每孔加入100 μL二甲亚矾(DMSO),37 ℃恒温震荡溶解15 min;使用MK3酶标仪(Thermo Fisher)在波长492 nm下测量其透光率(OD)值。MTT法也用于评级不同微阵列结构表面对rBMSCs体外增殖的影响,将HA薄膜平铺于48孔板中,每孔加入1×104细胞30 min后,每孔加入1 mL培养基。置于37 ℃恒温培养箱中培养1、3、7d后,进行MTT测试。

    • 图2比较了配比不同的HA凝胶和未交联HA的红外光谱。如图所示,相比于未交联的HA红外谱图,交联HA样品在3 401.9 cm−1处的-OH伸缩振动峰和1 406.5 cm−1、1 617.5 cm−1处羧酸盐的强特征吸收峰消失,意味着羧酸官能团的消失,即证明了交联反应的发生;交联样品在1 610.3 cm−1处均出现弱吸收峰说明生成了-CO-NHR。可见,使用ADH对HA进行交联后,HA中的羟基和羧酸的羰基吸收峰消失,取而代之的是酰胺吸收峰,表明了ADH的氨基与HA的羧基生成了酰胺,成功实现了HA的交联;随着ADH和EDCI的用量的增加,薄膜中酰胺吸收峰逐渐变强,说明透明质酸的交联程度增加。

      图  2  配比不同的HA凝胶的红外谱图比较

      Figure 2.  FT-IR spectra of HA gels with different reagent ratios

    • 图3显示了不同配比的HA凝胶薄膜的表面形貌。如图3所示,mHAmADHmEDCI为10∶1∶1时,虽然HA薄膜表面呈现连续结构,但样品表面粗糙不平;随着ADH和EDCI含量的增加,薄膜表面的粗糙程度降低;但当m HAm ADHm EDCI为4∶1∶1时,HA薄膜表面局部区域较为光滑,但是表面起伏较大。

      图  3  不同配比合成的HA交联薄膜表面形貌的对比

      Figure 3.  Comparison of SEM images for different HA films with different reagent ratios

      为了观察HA薄膜的内部交联结构,将透析纯化后的溶液直接倒入玻璃培养皿,放入−20 ℃冰箱冷冻12 h,取出再进行冻干操作24 h后进行表面形貌观察(图4)。如图所示,4种配比制得的HA交联凝胶内部呈现多孔结构,其形成原因主要在于冻干过程中凝胶内部的水分升华。m HAm ADHm EDCI=10∶1∶1配比制得的凝胶,样品的孔径约为850 μm左右,孔洞较为松散;随着ADH和EDCI用量的增加,水凝胶内部的孔洞直径逐渐变小,孔洞结构越来越紧密;当m HAm ADHm EDCI为4∶1∶1时,相较于其他凝胶,其内部孔径最小,椭圆形长径约为350 μm,孔洞结构最为紧密。可见,ADH和EDCI用量的增加提高了HA的交联程度,内部孔径变小,结构趋向紧密,这与HA交联薄膜表面的展示结果相符。材料内部的孔径结构也会影响HA薄膜的膨胀特性,为了得到尺寸可控的HA微阵列结构,非常有必要对薄膜的膨胀特性进行评价。

      图  4  不同配比的HA凝胶内部结构的SEM观察

      Figure 4.  SEM images of internal structures of different HA gels

      综上所述,随着ADH和EDCI用量的增加,交联程度的增加,凝胶内部孔径有着逐渐变小的趋势,结构更加紧密。由此可以推断出当水凝胶溶胀平衡之后,材料的膨胀程度不同,孔径较小的HA薄膜将会有着较小的体积膨胀系数,制成的微阵列结构在溶胀平衡后也将没有明显的变形和损坏。

    • 图5比较了不同配比合成的HA交联凝胶的降解曲线,各组样品均表现出比较稳定的降解速率。参照图4的实验结果,随着ADH和EDCI的用量上升,薄膜的交联程度增加,材料的孔径变小,降解速度随之减慢。14 d时,S1(HA:ADH:EDCI=10∶1∶1)薄膜几乎全部降解,而S4(HA:ADH:EDCI=4∶1∶1)的薄膜仅降解了约30%。由此可见,通过改变HA薄膜的交联程度可以有效地调控薄膜的降解行为。

      图  5  不同配比HA凝胶薄膜的降解行为比较

      Figure 5.  Degradation comparison of HA films with different reagent ratios

    • 作为植入生物材料,生物相容性评价是必不可少的。实验样品分为5组,每组采用3个平行样进行实验,所得的OD值经过归一化处理,绘制于图6中。数据表明,随着ADH和EDCI含量的增加,细胞活性有所降低。虽然各组样品的细胞总数均低于空白对照组(control),但仍然有着较好的细胞活性,各HA凝胶薄膜本身未表现出显著的细胞毒性,故均可用于之后的细胞实验。

      图  6  不同配比HA凝胶的细胞活性比较

      Figure 6.  Comparison of cellular activity on HA films with different reagent ratios

    • 硅模板的表面设计:4种不同尺寸的微孔结构,孔径分别为10 μm、30 μm、40 μm、100 μm,相应微孔结构的间距分别为15 μm、10 μm、40 μm、20 μm,微孔的深度均为20 μm。使用PDMS软光刻技术转移微图案制得PDMA模板,然后在其表面制备具有微孔结构的HA凝胶薄膜,其表面形貌如图7所示。HA凝胶薄膜表面具有与硅片母版表面相同的微孔结构,但由于模板的复制操作误差和材料特性,最后制作完成得到的HA凝胶薄膜表面结构可能会发生变化。图7(a)-(d)分别为孔径30 μm、40 μm、10 μm、100 μm HA凝胶干膜的微孔结构;图7(e)(f)分别是孔径10 μm和100 μm HA凝胶干膜的截面图。因在制样过程中,薄膜表面微结构并非肉眼可见,截面脆断时无法保证断裂面全部为凹槽直径部位,所以断面图只用来观测凹槽深度,并不用来衡量直径及凹槽间距。

      图  7  HA凝胶干膜表面的不同尺寸微孔结构的SEM观察:(a)孔径30 μm、间距10 μm,(b)孔径40 μm、间距40 μm,(c)孔径10 μm、间距15 μm,(d)孔径100 μm、间距20 μm,(e)c图案的截面图,(f)d图案的断面图

      Figure 7.  SEM images of microwells structure on HA films with different dimensions: (a) d=30 μm、m=10 μm, (b) d=40 μm、m=10 μm, (c) d=10 μm、m=15 μm, (d) d=100 μm、m=20 μm, (e) & (f) are section structures of (c) & (d).

      图7(d)图案为例,比较ADH-HA干膜表面与Si-设计模板、PDMS模板的微孔结构差异。Si-设计模板的孔洞直径为100 μm、间距为20 μm、深度20 μm时,复制后PDMS的间距略有减少(15 μm),孔洞直径和深度基本维持不变(参见图8)。HA凝胶干膜的圆柱凹槽直径和凹槽之间的间距与硅片母版没有显著差异,但凹槽深度仅为5 μm。这是因为HA交联溶液具有较大的黏度,等离子体对PDMS表面进行处理,尽管HA溶液完全浸入PDMS表面微结构当中,制得的HA水凝胶膜失水冻干后用于SEM观察,冻干制样过程依然对其结构有重要的影响,尤其是厚度方向,因此,HA凝胶干膜的凹槽深度仅为5 μm左右。

      图  8  PDMS微结构的SEM观察

      Figure 8.  SEM images of PDMS microstructures

      HA凝胶干膜溶胀后交联程度不同的HA凝胶薄膜的表观形貌和溶胀系数如图9所示,所用的PDMS子版图案为孔径10μm、间距15 μm。如图9(a)所示,HA干膜的孔径约为10 μm,随着ADH与EDCI含量的减少,溶胀后微孔的直径逐渐增大,分别增长为32 μm、40 μm、50 μm,配比为10∶1∶1的HA凝胶薄膜甚至变形到在显微镜下,几乎观测不到微孔结构。图9(b)中的相对直径比更为直观地证实了交联剂含量对HA薄膜溶胀特性的影响规律:与上一章理化性质评价所得到的结果相符:交联剂含量越少,交联程度越小,微孔的变形越大,HA凝胶的膨胀系数越大。为了构建变形小的微米图案,选用配比为4∶1∶1的试剂含量用于不同微孔结构的制备。

      图  9  不同交联的HA凝胶薄膜在PBS溶液中(a)溶胀结构观察和(b)溶胀系数比较。图(a)中从左至右分别是HA干膜、样品S4、S3、S2、S1

      Figure 9.  Swelling properties of HA film with well-defined microstructure (a) observed by microscopy and (b) swelling coefficient. The samples in (a) from left to right are HA dried film, S4,S3,S2,S1

    • 为了研究表面微结构尺寸和图案对成骨细胞的生物学行为的影响,选取了的尺寸不同、图案密度不同的4组样品进行研究,以HA平膜(Flat)作为参比样品,选用rBMSC为细胞模型,通过MTT法对细胞增殖行为进行了测定(图10)。

      图  10  不同微阵列结构对rBMSCs细胞活性的影响:(a)孔径96 μm、间距32 μm,(b)孔径128 μm、间距128 μm,(c)孔径32 μm、间距48 μm,(d)孔径320 μm、间距64 μm

      Figure 10.  Cell viability of rBMSCs on the microstructures with different dimensions: (a) 96 μm, 32 μm, (b) 128 μm, 128 μm, (c) 32 μm, 48 μm, (d) 320 μm, 64 μm

      MTT实验结果表明,各组微结构材料表面的细胞总数均不低于对照组。与未图案化的HA薄膜表面相比,随着凹槽直径的减小,细胞增殖能力呈现上升趋势,尤其在图10(c)中的小尺寸HA薄膜表面,说明小尺度的凹槽结构对细胞增殖有着显著的促进作用。令人意外的是,表面具有较大微米尺寸的薄膜(b)相比于薄膜(a),也有着较好地促进细胞增殖能力,这可能与rBMSCs细胞铺展后的直径有关(一般为120 μm左右),与薄膜(b)的微图案直径相近。

    • 本实验测定rBMSC在一系列不同微结构ADH-HA透明质酸薄膜上的ALP活性,以评价微结构对的成骨诱导能力影响。

      图11所示,使用总蛋白量进行均一化后,不同天数各组薄膜上的细胞ALP活性趋势大致相近。与未图案化的透明质酸薄膜表面(Flat)相比,随着圆形凹槽直径的减小,细胞ALP活性水平逐渐上升。rBMSCs在小微米结构(d=32 μm)ADH-HA薄膜上有着更高的成骨ALP活性;与Flat组相比,其他三组微米结构表面的rBMSCs的成骨活性略有提高,但并不是很显著。

      图  11  不同微阵列结构对rBMSCs的ALP活性影响:(a)孔径96 μm、间距32 μm,(b)孔径128 μm、间距128 μm,(c)孔径32 μm、间距48 μm,(d)孔径320 μm、间距64 μm

      Figure 11.  ALP activities of rBMSCs cultured on different microstructure systems: (a) 96 μm, 32 μm, (b) 128 μm, 128 μm, (c) 32 μm, 48 μm, (d) 320 μm, 64 μm

    • (1)选用可降解高分子HA作为基底材料,采用交联剂ADH和EDCI成功地交联成膜。

      (2)利用PDMS软刻胶技术和溶剂挥发法制备了表面具有微阵列结构的HA凝胶薄膜,凹槽直径分别是32 、96、128、320 μm,微阵列结构完整、均匀,微米结构精准、可控。

      (3)与平滑的HA凝胶薄膜相比,尺寸较大的微米图案对细胞的增值没有显著影响,而尺寸较小的微米结构(d=32 μm)可以明显地促进rBMSCs的增殖。

      (4)与其他尺寸图案相比,rBMSCs在小微米结构(d=32 μm)ADH-HA薄膜上有着更高的成骨ALP活性。

      (5)材料的仿生特征和优异的理化性质在刺激细胞行为和引导组织再生方面发挥着关键作用,已有许多研究报道了骨间充质干细胞在各向异性纳米形貌表面的生物学响应。尽管如此,表面微结构形貌引导的骨间充质干细胞分化的潜在机制仍不够明确,材料特性/微阵列结构与细胞生物学的关系需要研究者进行进一步的探索。

参考文献 (16)

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